Abstract
目的
探讨低氧环境下低氧诱导因子-2α（HIF-2α）是否通过调控酰基辅酶A去饱和酶-1（SCD1）影响肝癌细胞的生物学行为。
方法
用1% O2诱导HepG2和SMMC-7721细胞建立低氧模型，低氧刺激肝癌细胞0 h、3 h、6 h、12 h、24 h后，荧光定量PCR及Western blot分别检测HIF-2α、SCD1 mRNA和蛋白表达时间谱。使用HIF-2α干扰质粒和SCD1抑制剂CAY10566，分为空白组（常氧）、低氧组（1% O2 12 h）、低氧阴性对照组（HIF-2α阴性质粒+1% O2 12 h）、低氧干扰组（HIF-2α干扰质粒+1% O2 12 h）、低氧CAY组（CAY10566 10 μmol+1% O2 12 h）、低氧干扰+ CAY组（HIF-2α干扰质粒+ CAY10566 10 μmol +1% O2 12 h）。用Western blot方法检测各组肝癌细胞HIF-2α、SCD1蛋白表达，CCK8检测各组肝癌细胞增殖能力，Annexin-V/PE流式细胞术检测各组肝癌细胞凋亡情况，transwell侵袭实验检测各组肝癌细胞侵袭能力。多个样本均数比较使用单因素方差分析。
结果
两种肝癌细胞株HIF-2α和SCD1 mRNA及蛋白表达水平随低氧诱导时间延长而表达增加。低氧环境下干扰下调HIF-2α表达后，肝癌细胞表达SCD1蛋白水平明显降低；抑制SCD1表达，对肝癌细胞HIF 2α蛋白表达无明显影响；干扰HIF-2α同时抑制SCD1表达，HepG2及SMMC-7721细胞表达SCD1蛋白水平（0.53±0.04及0.44±0.10）降低程度较单独抑制HIF-2α或SCD1（1.12±0.04或1.12±0.04及0.90±0.10或0.99±0.13）更为明显（HIF-2α：FhepG2=1 026.89，PhepG2=0.00，FSMMC-7721=2 186.22，PSMMC-7721=0.00；SCD1: FhepG2=1 347.93，PhepG2=0.00，FSMMC-7721=46.43，PSMMC-7721=0.00）。分别抑制HIF-2α或SCD1表达，可降低HepG2和SMMC-7721细胞增殖率及侵袭能力，促进凋亡（P<0.05）；干扰下调HIF-2α基础上联合CAY10566抑制SCD1表达，肝癌细胞增殖率、侵袭能力降低和凋亡率增加的水平较单独抑制HIF-2α或SCD1更显著（P<0.05）。
结论
HIF-2α—SCD1途径可能是低氧调控肝癌细胞能量代谢、进而影响其生物学行为的重要机制之一。
Keywords: 细胞低氧, 癌，肝细胞, 生物学
Abstract
Objective
To investigate whether hypoxia-inducible factor-2α (HIF-2α) affects the biological behaviors of hepatoma cells through regulating stearoyl-CoA desaturase-1 (SCD1) in a hypoxic environment.
Methods
HepG2 and SMMC-7721 cells were exposed to 1% O2 to establish the hypoxic models. After hepatoma cells were stimulated by hypoxia for 0, 3, 6, 12, and 24 hours, fluorescent quantitative PCR and Western blot were used to measure the mRNA and protein expression of HIF-2α and SCD1 over time. HIF-2α interfering plasmids and SCD1 inhibitor CAY10566 were used to divide the cells into blank group (nomoxia), hypoxic group (1% O2 for 12 h), hypoxic negative control group (negative HIF-2α plasmid+1% O2 for 12 h), hypoxic interference group (HIF-2α interfering plasmid+1% O2 for 12 h), hypoxic CAY group (CAY10566 10 μmol+1% O2 for 12 h), and hypoxic interference+CAY group (HIF-2α interfering plasmid+CAY10566 10 μmol+1% O2 for 12 h). Western blot was used to measure the protein expression of HIF-2α and SCD1 in hepatoma cells, CCK8 assay was used to measure the proliferative capacity of hepatoma cells, Annexin-V/PE flow cytometry was used to measure the apoptosis of hepatoma cells, and transwell invasion assay was used to measure the invasion of hepatoma cells. A one-way analysis of variance was used to compare the means of multiple samples.
Results
Both HepG2 and SMMC-7721 cells showed increasing mRNA and protein expression of HIF-2α and SCD1 over the time of hypoxic induction. After the expression of HIF-2α was downregulated in a hypoxic environment, hepatoma cells showed a significant reduction in the protein expression of SCD1; inhibition of SCD1 expression had no significant effect on the protein expression of HIF-2α in hepatoma cells. After HIF-2α was interfered with and SCD1 expression was inhibited, HepG2 and SMMC-7721 cells showed significantly greater reduction in the protein expression of SCD1 than those with HIF-2α or SCD1 inhibition alone (0.53±0.04 vs 1.12±0.04 or 1.12±0.04; 0.44±0.10 vs 0.90±0.10 or 0.99±0.13) (HIF-2α: FhepG2=1026.89, PhepG2=0.00, FSMMC-7721=2186.22, PSMMC-7721=0.00; SCD1: FhepG2=1347.93, PhepG2=0.00, FSMMC-7721=46.43, PSMMC-7721=0.00). Inhibition of the expression of HIF-2α or SCD1 reduced the proliferation and invasion of HepG2 and SMMC-7721 cells and promoted apoptosis (P<0.05); interference and downregulation of HIF-2α combined with inhibition of SCD1 expression by CAY10566 achieved significantly greater reductions in proliferation and invasion and a significantly greater increase in apoptosis rate of hepatoma cells, compared with inhibition of HIF-2α or SCD1 alone (P<0.05).
Conclusion
HIF-2α/SCD1 pathway may be one of the important mechanisms for hypoxia to regulate the energy metabolism of hepatoma cells and affect their biological behaviors.
Keywords: Cell hypoxia; Carcinoma, hepatocellular; Biology
肝细胞癌(hepatocellular carcinoma，HCC)是发病率和病死率较高的消化道恶性肿瘤之一，严重威胁人们的健康。大多数癌细胞内存在着相对低氧的微环境[1]。低氧诱导因子-2α(hypoxia-inducible factor-2α，HIF-2α）是细胞内氧信号调节途径中关键的转录调节因子，与恶性肿瘤的转归及预后密切相关[2]。HIF-2α在肾癌、肝癌等肿瘤中高表达，它能通过启动其下游靶基因，而导致肿瘤细胞增殖、转移及侵袭力增强，加速疾病恶化[3,4]。前期的研究结果显示，低氧环境下HIF-2α可通过上调脂质分化相关蛋白表达促进人正常肝细胞L02细胞发生脂肪变性[5]。癌细胞低氧环境加剧细胞内脂质合成[6]，酰基辅酶A去饱和酶-1（stearoyl-CoA desaturase-1，SCD1）是催化多元不饱和脂肪酸合成的关键酶[7]。我们前期已证实，SCD1在肝癌中表达增加，它可通过抑制腺苷酸活化蛋白激酶途径负性调节肝癌细胞自噬及细胞凋亡，促进细胞生存，从而影响肝癌的形成及发展[8]。但是SCD1表达升高的机制尚不清楚，低氧环境下是否通过HIF-2α介导其表达，进而影响肝癌细胞的生物学行为，鲜见相关研究报道。
材料与方法
1．主要材料：肝癌细胞株HepG2、SMMC-7721均由重庆医科大学附属第二院消化实验室提供；RPMI 1640和DMEM高糖培养基均购自美国Hyclone公司；胎牛血清购自中国杭州四季青生物公司；SCD1抗体购自美国Abcam公司；β-肌动蛋白（actin）抗体购自美国Santa公司；HIF-2α抗体购自中国博奥森公司；HIF-2α shRNA购自加拿大Origen公司，序列：CCTGGTGGCAGCACCTCACATTTGATGTG；Matrigel胶购自美国Corning公司；侵袭小室购自美国Millipore公司；全蛋白提取试剂盒购自中国南京凯基生物公司；BCA蛋白定量试剂盒购自中国南京凯基生物公司；CAY10566购自美国Cayman公司；增强化学发光（ECL）显色液购自中国南京凯基生物公司；CCK-8试剂盒购自中国碧云天生物技术研究所；三气培养箱购自美国Theromo公司；RNA提取试剂盒购自中国百泰克公司；荧光定量PCR试剂盒购自日本TaKaRa公司。
2．细胞培养和实验分组：用含10%血清的1640培养液和高糖DMEM培养液分别培养SMMC-7721细胞和HepG2细胞。根据实验结果选择低氧诱导时间为12 h，参照前期课题组实验结果，以10 μmol SCD1小分子抑制剂CAY10566处理肝癌细胞24 h[8]。实验分为：空白组（常氧）、低氧组（1% O2 12 h）、低氧阴性对照组（HIF-2α阴性质粒+1% O2 12 h）、低氧干扰组（HIF-2α干扰质粒+1% O2 12 h）、低氧CAY组（CAY10566 10 μmol+1% O2 12 h）、低氧干扰+ CAY组（HIF-2α干扰质粒+ CAY10566 10 μmol+1% O2 12 h）。
3．荧光定量PCR：按照Trizol RNA提取说明提取低氧刺激肝癌细胞不同时间点的RNA，逆转录成cDNA，然后以cDNA为模板，以荧光定量PCR的方法扩增SCD1 mRNA及HIF-2α mRNA。引物(购自上海生工公司)序列：SCD1上游5'-GCAGGACGAATCTCTAGCT-3'，下游5'-GTCTCCAACTTATCTCCTCCATTC-3'，HIF-2α上游5'-CTGTGTCTGAGAAGAGTAACTTCC-3'，下游5'-TTGCCATAGGCTGAGGACTCCT-3'。反应条件：95℃ 3 min，95℃ 10 s，54℃ 30 s，共40个循环，溶解曲线65℃到95℃持续5 s。
4．Western blot实验：按照试剂盒说明提取细胞总蛋白，测蛋白浓度，取蛋白样品90 μg，于10%的聚丙烯酰胺凝胶分离蛋白，4℃、220 mA电流条件下，将目的蛋白转至聚偏氟乙烯膜上，用含5%脱脂奶粉的PBST于常温下封闭约1 h，分别稀释第一抗体β-actin（1∶2 000稀释）、SCD1（1∶1 000稀释）、HIF-2α（1∶200稀释），孵第一抗体4℃摇床过夜，次日洗膜后，使用对应的第二抗体孵育约90 min，加入ECL显色液显影。采用Quantity One软件分析条带灰度值。每个样本的积分吸光度值与β-actin的积分吸光度值的比值即为蛋白相对表达量。
5．PolyjetTM瞬时转染：待细胞传代至状态稳定后，制备成单细胞悬液，接种于孔板中，转染前1 h细胞换液，用DMEM分别稀释质粒和脂质体，按照脂质体与质粒1 μl∶3 μg的比例轻轻混匀，静止15 min后转染细胞，严格按照说明书进行操作，转染肝癌细胞总时长为72 h。
6．CCK8实验：将对数期生长的肝癌细胞制备成单细胞悬液，分别以5×104/ml接种于96孔板，每组5个复孔并设置空白孔，待细胞贴壁后，更换培养基，设置空白孔，按实验需要处理。每孔加入10 μl CCK8试剂，37℃孵育1～2 h后，450 nm波长读取A值，细胞增殖率=（实验组A值-空白孔A值）/（空白组A值-空白孔A值）×100%。
7．流式细胞术检测细胞凋亡：待细胞长到融合度70%时转染，于48 h后分别低氧和常氧培养12 h。用不含EDTA的胰酶消化细胞，冷磷酸盐缓冲液洗涤12次，2 000 r/min离心5 min去尽上清液，4℃的磷酸盐缓冲液重新悬浮细胞，以Annexin-V/PE法检测各组细胞凋亡。严格按照说明书进行操作。
8．Transwell实验：使用无血清的预冷培养基以3∶1的比例稀释基质胶，分别取80 μl铺于预冷过的小室中，避免气泡产生，然后平置于37℃培养箱中1 h待基质胶凝固。将处理后的细胞消化成单细胞悬液，以7.5×105个/ml的密度种入小室，分别低、常氧培养12 h，结晶紫染色，于倒置显微镜下随机选取5个视野计数，侵袭指数=（实验组穿膜细胞数/空白组穿膜细胞数）×100%，取均值。
9．统计学方法：用SPSS17.0进行统计分析，用均数±标准差(
±s)表示各数据。多个样本均数的比较使用单因素方差分析，P<0.05为差异有统计学意义。
结果
1．低氧诱导下肝癌细胞HIF-2α及SCD1 mRNA表达时间谱：荧光定量PCR结果显示，1% O2刺激HepG2、SMMC-7721细胞0 h、3 h、6 h、12 h、24 h后，HepG2、SMMC-7721细胞HIF-2α（FhepG2=441.59，PhepG2=0.00; FSMMC-7721=141.16，PSMMC-7721=0.00）及SCD1 mRNA（FhepG2=318.84，PhepG2=0.00；FSMMC-7721=165.05，PSMMC-7721=0.00）水平随低氧诱导时间延长而表达增加。在12 h时，HepG2、SMMC-7721细胞HIF-2α mRNA表达水平达到平台期。见图1，表1。
图1. 1% O2诱导HepG2、SMMC-7721细胞不同时间点后HIF-2α、SCD1 mRNA相对表达量.
注：HIF-2α：低氧诱导因子-2α；SCD1：酰基辅酶A去饱和酶-1；a：与0 h组对比，P<0.05
表1. 1% O2诱导HepG2、SMMC-7721细胞不同时间点后HIF-2α、SCD1 mRNA相对表达量（n=3，±s）.
| 胞株 | mRNA | 低氧刺激不同时间点 | ||||
|---|---|---|---|---|---|---|
| 0h | 3h | 6h | 12h | 24h | ||
| HepG2 | HIF-2α mRNA | 1.0±0 | 1.27±0.04a | 1.94±0.01a | 2.75±0.11a | 2.77±0.10a |
| SCD1 mRNA | 1.0±0 | 1.28±0.07a | 1.38±0.05a | 1.55±0.10a | 2.71±0.07a | |
| SMMC-7721 | HIF-2α mRNA | 1.0±0 | 0.99±0.12 | 1.79±0.26a | 2.83±0.07a | 3.00±0.12a |
| SCD1 mRNA | 1.0±0 | 2.40±0.09a | 2.39±0.21a | 2.52±0.18a | 4.01±0.15a | |
注：HIF-2α：低氧诱导因子-2α；SCD1：酰基辅酶A去饱和酶-1；a：与0 h组对比， P < 0.05
2．低氧诱导下肝癌细胞HIF-2α及SCD1蛋白表达时间谱：Western blot结果显示，1% O2刺激HepG2、SMMC-7721细胞0 h、3 h、6 h、12 h、24 h后，HepG2和SMMC-7721细胞HIF-2α蛋白表达水平（0.03±0.01、0.04±0.01、0.10±0.01、0.18±0.02、0.23±0.03和0.03±0.02、0.08±0.01、0.09±0.01、0.13±0.02、0.14±0.02）随低氧诱导时间延长而表达增加(FhepG2=62.51，PhepG2=0.00; FSMMC-7721=16.45，PSMMC-7721=0.00)，SCD1蛋白表达水平（0.20±0.02、0.23±0.03、0.29±0.03、0.44±0.02、0.46±0.04和0.03±0.01、0.19±0.02、0.21±0.02、0.24±0.03、0.49±0.03）伴随HIF-2α表达上升而增加（FhepG2=56.83，PhepG2=0.00，FSMMC-7721=190.87，PSMMC-7721=0.00）。在12 h时，SMMC-7721细胞HIF-2α蛋白表达水平达到平台期，因此，后续研究以低氧诱导12 h为时间点(图2 )。
图2. Western blot检测1%氧浓度诱导HepG2、SMMC-7721细胞不同时间点后HIF-2α、SCD1蛋白的表达水平.
注：HIF-2α：低氧诱导因子-2α；SCD1：酰基辅酶A去饱和酶-1；a：与0 h组对比，P<0.05
3．筛选shRNA-HIF-2α下调质粒：按质粒使用说明，HepG2、SMMC-7721细胞转染shRNA-HIF-2α A-D质粒72 h后收集蛋白，Western blot结果显示：与空白相比，shRNA-HIF-2α C质粒抑制HIF-2α蛋白表达的效果最佳（F=7.97，P=0.00）。因而，选择shRNA-HIF-2α C质粒用于后续研究（图3）。
图3. 转染shHIF-2α质粒72 h后，HIF-2α蛋白的表达.
注：HIF-2α：低氧诱导因子-2α；SCD1：酰基辅酶A去饱和酶-1；A：shRNA-HIF-2αA重组质粒；B：shRNA-HIF-2αB重组质粒；C：shRNA-HIF-2αC重组质粒；D：shRNA-HIF-2αD重组质粒；a：与空白对比，P<0.05
4．低氧诱导下肝癌细胞HIF-2α与SCD1蛋白之间的调控关系：Western blot结果显示，低氧环境下干扰下调HIF-2α表达后，肝癌细胞表达SCD1蛋白水平明显降低（P<0.05）；而CAY10566抑制SCD1表达，对肝癌细胞HIF-2α蛋白表达无明显影响（P>0.05）；干扰HIF-2α同时抑制SCD1表达，肝癌细胞表达SCD1蛋白水平下降程度较单独抑制SCD1或HIF-2α更为明显（P<0.05）。提示低氧条件下HIF-2α对肝癌细胞SCD1的表达具有一定调控作用。（HIF-2α：FhepG2=1026.89，PhepG2=0.00，FSMMC-7721=2186.22，PSMMC-7721=0.00；SCD1：FhepG2=1347.93，PhepG2=0.00，FSMMC-7721=46.43，PSMMC-7721=0.00）（图4）。
图4. Western blot检测HepG2、SMMC-7721细胞HIF-2α和SCD1蛋白表达水平.
注：HIF-2α：低氧诱导因子-2α；SCD1：酰基辅酶A去饱和酶-1；β-actin：肌动蛋白；a：与空白组对比P<0.05；b：与低氧组和低氧阴性组对比，P<0.05；c：与低氧组，低氧阴性对照组，低氧干扰组和低氧CAY组对比，P<0.05
5．改变HIF-2α、SCD1表达水平对低氧诱导肝癌细胞增殖的影响：CCK8检测法分析各组细胞增殖变化，与空白组比较，低氧组、低氧阴性组HepG2和SMMC-7721细胞增殖率升高；低氧环境下抑制HIF-2α或SCD1表达表达，HepG2、SMMC-7721细胞增殖率较低氧组明显降低；同时抑制HIF-2α和SCD1表达，两种肝癌细胞增殖率较低氧组、低氧干扰组及低氧CAY组均明显减少（P=0.00）。低氧组与低氧阴性对照组相比差异无统计学意义（P>0.05）。提示低氧通过HIF-2α—SCD1途径影响肝癌细胞增殖，见表2。
表2. CCK8检测HepG2、SMMC-7721细胞增殖率变化（×100%，n=5， ±s）.
| 组别 | 细胞株 | |
|---|---|---|
| HepG2 | SMMC-7721 | |
| 空白组 | 1.0H1±p.06 | 0.9±0.02 |
| 低氧组 | 1.14±0.03a | 1.10±0.05a |
| 低氧阴性对照组 | 1.14±0.04a | 1.08±0.02a |
| 低氧干扰组 | 0.83±0.02b | 0.81±0.03b |
| 低氧CAY组 | 0.84±0.01b | 0.81±0.02b |
| 低氧干扰+CAY组 | 0.72±0.02c | 0.75±0.03c |
| F值 | 42.45 | 45.77 |
注：a：与空白组对比， P < 0.05；b：与低氧组和低氧阴性组对比， P < 0.05；c：与低氧组，低氧阴性对照组，低氧干扰组和低氧CAY组对比， P < 0.05
6．改变HIF-2α、SCD1表达水平对低氧诱导肝癌细胞凋亡的影响：Annexin-V/PE流式细胞术结果显示，低氧组、低氧阴性对照组HepG2和SMMC-7721细胞凋亡率显著低于空白组。与低氧组和低氧阴性对照组对比，低氧干扰组、低氧CAY组及低氧干扰+CAY组HepG2和SMMC-7721细胞凋亡率明显增加，其中低氧干扰+CAY组肝癌细胞凋亡率明显高于低氧干扰组及低氧CAY组（P=0.00）。低氧组与低氧阴性对照组相比差异无统计学意义（P>0.05）。提示低氧通过HIF-2α—SCD1途径影响肝癌细胞凋亡。见表3，图5。
表3. Annexin-V检测HepG2、SMMC-7721细胞凋亡坏死百分比（%， ±s）.
| 组别 | 细胞株 | |
|---|---|---|
| HepG2 | SMMC-7721 | |
| 空白组 | 9.22±0.51 | 9.19±0.55 |
| 低氧组 | 4.92±0.41a | 3.52±0.51a |
| 低氧阴性对照组 | 5.40±0.35a | 3.81±0.56a |
| 低氧干扰组 | 22.50±0.89b | 26.10±1.85b |
| 低氧CAY组 | 25.71±4.27b | 27.20±3.80b |
| 低氧干扰+CAY组 | 39.40±1.83c | 46.47±5.99c |
| F值 | 745.76 | 334.38 |
注：a：与空白组对比 P < 0.05；b：与低氧组和低氧阴性组对比， P < 0.05；c：与低氧组，低氧阴性对照组，低氧干扰组和低氧CAY组对比， P < 0.05
图5. Annexin-V/PE法检测HepG2、SMMC-7721细胞凋亡.
A：空白组；B：低氧组；C：低氧阴性对照组；D：低氧干扰组；E：低氧CAY组；F：低氧干扰+CAY组
7．改变HIF-2α、SCD1表达水平对低氧诱导肝癌细胞侵袭性的影响：侵袭小室实验结果表明，与空白组比较，低氧组、低氧阴性对照组HepG2和SMMC-7721细胞侵袭指数提高，分别为1.00±0.14、1.25±0.16、1.25±0.17（×100%）和1.00±0.08、1.18±0.10、1.19±0.11（×100%）。低氧干扰组、低氧CAY组及低氧干扰+CAY组HepG2和SMMC-7721细胞侵袭指数分别为0.83±0.08、0.84±0.10及0.45±0.10和0.69±0.09、0.69±0.11及0.35±0.07（×100%），明显低于低氧组和低氧阴性对照组。其中，低氧干扰+CAY组肝癌细胞侵袭指数明显低于低氧干扰组和低氧CAY组。低氧组与低氧阴性对照组相比差异无统计学意义（FhepG2=24.45，P=0.00; FSMMC-7721=29.93，P=0.00）。提示低氧通过HIF-2α—SCD1途径影响肝癌细胞侵袭能力（图6）。
图6. Transwell检测HepG2、SMMC-7721细胞侵袭改变 结晶紫染色×200.
A：空白组；B：低氧组；C：低氧阴性对照组；D：低氧干扰组；E：低氧CAY组；F：低氧干扰+CAY组
讨论
肝癌是常见恶性肿瘤之一，在癌症相关死亡率中排名第三[9]。研究发现低氧是肝癌的病程发生发展及预后的重要影响因素[10]。HIF-2α是HIFs的主要亚型之一，是细胞适应低氧的核心转录因子[11]。前期研究发现，HIF-2α可促进肝正常细胞L02细胞脂肪变性[5]。Minamishima等[12]发现脯氨酸羟化酶（HIF-α降解途径中的修饰酶）敲除的小鼠脂肪肝发展与HIF-2α有依赖关系。但是，在肝癌细胞中，HIF-2α对SCD1是否有调控作用，尚鲜见研究报道。近年来发现SCD1在细胞能量代谢的平衡维持及肿瘤的发展预后等方面起着重要作用。前期我们课题组研究证实，SCD1在肝癌细胞中明显高表达，并且与肿瘤的不良预后密切相关[8]。我们利用1% O2诱导肝癌细胞株HepG2、SMMC-7721细胞建立低氧模型及用荧光定量PCR及Western blot检测HIF-2α和SCD1 mRNA及蛋白表达时间谱。结果发现，肝癌细胞HIF-2α、SCD1 mRNA及蛋白表达皆随低氧诱导时间延长而表达增加。为了探究低氧环境中肝癌细胞HIF-2α和SCD1蛋白表达之间有无关联或调控机制，我们采用HIF-2α干扰质粒和SCD1小分子抑制剂CAY10566。发现当干扰HIF-2α表达后，肝癌细胞株SCD1表达水平随着HIF-2α表达降低而减少；仅抑制SCD1未能改变肝癌细胞HIF-2α的表达，而干扰HIF-2α同时抑制SCD1后，肝癌细胞SCD1蛋白表达水平较单独抑制降低更明显。初步证实，HIF-2α对低氧诱导的肝癌细胞SCD1表达可能具有调控作用。
HIF-2α可通过调控血管内皮生长因子及肿瘤坏死因子等，促进肝癌细胞增殖和侵袭能力，加速肝癌发展。脂肪合成，特别是脂肪从头合成，在癌症发生发展中起重要作用。在缺氧微环境中，肿瘤细胞生存及增殖通路活化高度依赖不饱和脂肪酸。脂肪合成关键酶SCD1是细胞脂肪酸组分（主要是饱和脂肪酸和不饱和脂肪酸）的关键调节者，改变其表达会影响肿瘤细胞能量供应平衡，从而影响肿瘤形成发展。研究结果显示：低氧环境下分别干扰下调HIF-2α表达，或抑制肝癌细胞SCD1表达，可引起肝癌细胞增殖增加、凋亡侵袭力下降；干扰HIF-2α同时抑制SCD1表达，肝癌细胞增殖及侵袭力明显下降，凋亡率则明显升高，且改变程度均较单独抑制HIF-2α或SCD1时更为明显。以上结果提示，HIF-2α能够通过介导SCD1的表达，从能量代谢的途径调控肝癌细胞的生物学行为。因此，本研究为阐明HIF-2α参与肝癌发生发展的机制提供了新的实验依据。
利益冲突
无
作者贡献声明
余小庆：酝酿和设计实验，实施研究,分析数据,起草文章，统计分析；蔡璨：酝酿和设计实验，修改文章；杜轩：分析数据，技术或材料支持；沈薇：酝酿和设计实验，修改文章，采集数据
参考文献
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